| تعداد نشریات | 282 |
| تعداد نشریات سازمان | 80 |
| تعداد شماره‌ها | 3,251 |
| تعداد مقالات | 35,918 |
| تعداد مشاهده مقاله | 54,627,458 |
| تعداد دریافت فایل اصل مقاله | 93,716,279 |
ارزیابی سینتیکی آسکوربات پراکسیداز در برگ و میوه توت سیاه به روش تحلیل رگرسیونی غیرخطی | ||
| تحقیقات گیاهان دارویی و معطر ایران | ||
| مقاله 3، دوره 42، شماره 1 - شماره پیاپی 127، خرداد 1405، صفحه 15-39 اصل مقاله (1.94 M) | ||
| نوع مقاله: مقاله پژوهشی | ||
| شناسه دیجیتال (DOI): 10.22092/ijmapr.2026.368405.3515 | ||
| نویسندگان | ||
| ژیلا زارعی1؛ نبی خلیلی اقدم2؛ شهریار سعیدیان* 3؛ بهاالدین رشیدزاده4؛ محمد قادرمرزی5 | ||
| 1کارشناس ارشد بیوشیمی، دانشگاه پیام نور، تهران، ایران | ||
| 2دانشیار، علوم و مهندسی کشاورزی، دانشگاه پیام نور، تهران، ایران | ||
| 3دانشیار، گروه زیست‌شناسی، دانشگاه پیام نور، تهران، ایران | ||
| 4استادیار، دانشگاه پیام نور، تهران، ایران | ||
| 5کارشناس ارشد شیمی، دانشگاه پیام نور، تهران، ایران | ||
| چکیده | ||
| سابقه و هدف: گیاهان دارای سیستم‌های آنتی‌اکسیدانی کارآمد برای خنثی کردن سطوح سمی گونه‌های فعال اکسیژن هستند که شامل اجزای مختلف آنزیمی و غیرآنزیمی می‌باشند. آسکوربات پراکسیداز (APX)، یک آنزیم کلیدی در این زمینه است که در کنترل سطوح گونه‌های فعال اکسیژن سمی در بخش‌های مختلف درون سلولی عمل می‌کند. بیان APX در برخی از مراحل رشد و تحت تنش‌های زیستی و غیرزیستی تعدیل می‌شود که نشان‌دهنده اهمیت فعالیت APX در کنترل محتوای H2O2در محفظه‌های درون سلولی است. مواد و روش‌ها: در این تحقیق، از توت سیاه با نام علمی Morus nigra از گیاهان بومی ایران و متعلق به خانواده Moraceae از هر دو بخش برگ و میوه به‌صورت جداگانه عصاره آنزیمی تهیه شده و به لحاظ سینتیکی در حضور نمک‌های مختلف NaCl، FeCl3، FeSO4، ZnSO4 و Na3N مورد سنجش قرار گرفت. فعالیت آنزیم APX با توجه به میزان اکسایش سوبسترای آسکوربات و در طول موج nm290 و با بهره‌گیری از ضریب خاموشی cm-1mM-182.8 اندازه‌گیری شد. برای تعیین دمای بهینه فعالیت آنزیم، سنجش APX در دمای ºC 80-25 در بافر mM50 Tris-HCL (pH 6-7) با فواصل ºC 5 انجام شد. برای ارزیابی پایداری حرارتی، محلول آنزیم به مدت min 30 در حمام آب از 25 تا ºC80 انکوبه شد و بعد واکنش مخلوط به مدت min10 در دمای اتاق نگهداری گردید. در نهایت فعالیت APX اندازه‌گیری شد. در این تحقیق با هدف تعیین بهترین سطح پاسخ APX به سطوح مختلف تیمارهای مورد مطالعه با توجه به کمی بودن تیمارها از تجزیه رگرسیون غیرخطی استفاده شد. یافته‌ها: نمودار APX در عصاره برگی توت سیاه دو ایزوآنزیم را در pH حدود 6.5 و 8 (APX-LI, APX-LII) و در عصاره میوه توت سیاه یک ایزوآنزیم (APX-F) در 6.5 pH را نشان می‌دهد. سوبستراهای آسکوربات، پیروگالل و گایاکل افزایش‌دهنده فعالیت پراکسیدازی بوده، هرچند در غلظت‌های بالاتر با مهار سوبسترایی، اثرهای معکوسی در فعالیت پراکسیداز در جهت کاهندگی تنش اکسیداتیو بر عهده دارند. آنالیز رگرسیون غیرخطی APX-F و APX-LII از مدل رشد گومپرتز و فعالیت APX-LI نیز از تابع نمائی افزایشی تک‌فازی تبعیت کرد. نتایج آنالیز رگرسیون غیرخطی اثر کلرید سدیم براساس تابع نمائی مسطح، فاز کاهشی داشته و نشان داد که حساسیت APX-LI در محیط بیشتر از APX-LII است. در اثر سولفات آهن، شیب افزایش فعالیت APX-LII بیشتر از APX-LI است که حکایت از حساسیت بیشتر APX-LII به سولفات آهن دارد. APX-LII در غلظت mM 0.138 کلرید آهن، بیشینه فعالیت را داراست. در حضور سولفات روی، APX-LII بسیار دیرتر از دو آنزیم دیگر به 50 درصد حداکثر فعالیت خود می‌رسد و این به معنی حساسیت کمتر این ایزوآنزیم به حضور سولفات روی در محیط است. شیب کاهش فعالیت APX-LI در حضور نیترید سدیم حکایت از حساسیت بسیار بالای این ایزوآنزیم به سولفات روی در محیط دارد. بیشینه فعالیت APX-F در دمای ºC 35، APX-LI در دمای ºC 30 و در مورد APX-LII دمای ºC 45 بود. نتیجه‌گیری: غلظت‌های بالای یونهای فلزی منجر به کاهش حساسیت گیاه در مقابله با تنش‌های اکسیداتیو می‌شود. براساس نتایج این مطالعه بین یونهای روی (سولفات روی)، کلرید آهن، سولفات آهن و کلرید سدیم این نتیجه حاصل شد که کلرید سدیم در غلظت‌های پایین (23-0 میلی‌مولار) تأثیر چندانی در فعالیت پراکسیدازی ندارد اما با افزایش غلظت کلرید سدیم (23-100 میلی‌مولار) ساختار پراکسیدازی دستخوش تغییرات ساختاری شده و با کاهش فعالیت آنزیم به نزدیک صفر در هر سه ایزوآنزیم همراه بوده است. یون روی با اتصال به جایگاه فعال آنزیم نقش مهارکننده پراکسیدازی و تغییرات ساختاری منفی در جهت عدم پذیرش و کاتالیز سوبسترای پراکسیدازی را ایفا می‌کند. آنالیز رگرسیون غیرخطی فعالیت هر سه آنزیم APX-LI، APX-LII و APX-F در سطوح غلظتی مختلف دما با تبعیت از یک تابع دو تکه‌ای نشان داد که شیب افزایش فعالیت آنزیم در بخش اول مدل APX-LI بیشتر از APX-LII و APX-F بود و این حکایت از حساسیت بیشتر این ایزوآنزیم به دمای محیط در توت سیاه دارد. | ||
| کلیدواژه‌ها | ||
| آسکوربات پراکسیداز؛ ایزوآنزیم؛ سولفات آهن؛ سولفات روی؛ کلرید آهن | ||
| عنوان مقاله [English] | ||
| Kinetic evaluation of ascorbate peroxidase in black mulberry leaf and fruit with the help of linear and non-linear regression analysis | ||
| نویسندگان [English] | ||
| Zhilla Zarei1؛ Nabi Khaliliaqdam2؛ Shahriar Saeidian3؛ Bahaaldin Rashidzadeh4؛ Mohammad Ghadermarzi5 | ||
| 1Department of Biology, Payame Noor University, Tehran, Iran | ||
| 2Department of Agriculture, Payame Noor University, Tehran, Iran | ||
| 3Department of Biology, Payame Noor University, Tehran, Iran | ||
| 4Department of Chemistry, Payame Noor University, Tehran, Iran | ||
| 5Department of Biology, Payame Noor University, Tehran, Iran | ||
| چکیده [English] | ||
| Background and objectives: Plants possess efficient antioxidant defense systems that neutralize and eliminate toxic levels of reactive oxygen species (ROS). These systems include both enzymatic and non-enzymatic components. Ascorbate peroxidase (APX) is a key enzyme in this defense system, playing a crucial role in regulating the levels of toxic ROS in various intracellular compartments. The expression of APX is modulated during certain developmental stages as well as under biotic and abiotic stress conditions, highlighting the importance of APX activity in controlling hydrogen peroxide (H₂O₂) levels within cells. Methodology: In this study, an enzyme extract was prepared from black mulberry (Morus nigra L.), and its kinetic properties were evaluated in the presence of different salts. The activity of ascorbate peroxidase (APX) was determined by measuring the oxidation of the ascorbate substrate at a wavelength of 290 nm, using an extinction coefficient of 18.2 mM⁻¹ cm⁻¹. The optimum temperature for enzyme activity was determined by measuring APX activity at temperatures ranging from 25 to 80 °C in 50 mM Tris–HCl buffer (pH 7.6) at 5 °C intervals. To evaluate thermal stability, the enzyme solution was incubated in a water bath at temperatures between 25 and 80 °C for 30 minutes. The reaction mixture was then maintained at room temperature for 10 minutes, after which APX activity was measured. To determine the most appropriate response of ascorbate peroxidase to the different levels of the studied treatments, linear and non-linear regression analyses were performed due to the limited number of treatments. Results: The electrophoretic profile of ascorbate peroxidase in blackberry leaf extract revealed two isoenzymes at pH 6.5 and 8 (APX-LI and APX-LII), while one isoenzyme (APX-F) was detected in the fruit extract at pH 6.5. The substrates ascorbate, pyrogallol, and guaiacol increased peroxidase activity at low concentrations; however, at higher concentrations, they exhibited inhibitory effects on enzyme activity, likely due to substrate inhibition mechanisms that help regulate oxidative stress. Nonlinear regression analysis showed that the activities of APX-F and APX-LII followed the Gompertz exponential model, whereas the activity of APX-LI followed a monophasic incremental exponential function. The nonlinear regression analysis of the effect of sodium chloride, based on a planar exponential function with a decreasing phase, indicated that APX-LI is more sensitive to sodium chloride in the environment than APX-LII. In the presence of ferrous sulfate, the slope of APX-LII activity was greater than that of APX-LI, suggesting that APX-LII is more sensitive to ferrous sulfate. The maximum activity of APX-LII was observed at a concentration of 0.138 mM iron chloride. In the presence of zinc sulfate, APX-LII reached 50% of its maximum activity later than the other two enzymes, indicating that this isoenzyme is less sensitive to zinc sulfate in the environment. The optimum temperatures for maximum enzyme activity were 35 °C for APX-F, 30 °C for APX-LI, and 45 °C for APX-LII. Conclusion: High concentrations of metal ions reduce the plant’s ability to cope with oxidative stress. Based on the results of the present study, the effects of zinc ions (zinc sulfate), iron chloride, iron sulfate, and sodium chloride on peroxidase activity were evaluated. The results indicated that sodium chloride at low concentrations had little effect on peroxidase activity; however, as sodium chloride concentration increased, structural changes occurred, leading to peroxidation. These structural alterations were associated with a significant reduction in enzyme activity, approaching nearly zero in all three isozymes. Zinc ions inhibit peroxidase activity by binding to the enzyme's active site, inducing unfavorable structural changes that interfere with substrate binding and catalytic activity. Nonlinear regression analysis of the activities of the three enzymes (APX-LI, APX-LII, and APX-F) at different temperature levels, based on a two-piece function, showed that the slope of the increasing phase of enzyme activity in the first part of the APX-LI model was greater than that of APX-LII and APX-F. This finding indicates that APX-LI is more sensitive to changes in ambient temperature in blackberries. | ||
| کلیدواژه‌ها [English] | ||
| Ascorbate peroxidase, isoenzyme, ferrus sulfate, zinc sulfate, iron chloride | ||
| مراجع | ||
|
- Afzal, S., Abdul Manap, A.S., Attiq, A., Albokhadaim, I., Kandeel, M. and Alhojaily, S.M., 2023. From imbalance to impairment: The central role of reactive oxygen species in oxidative stress-induced disorders and therapeutic exploration. Frontiers in Pharmacology, 14: 1269581. https://doi.org/10.3389/fphar.2023.1269581 - Birben, E., Sahiner, U.M., Sackesen, C., Erzurum, S. and Kalayci, O., 2012. Oxidative stress and antioxidant defense. The World Allergy Organization Journal, 5(1): 9-19. https://doi.org/10.1097/WOX.0b013e3182439613 - Bradford, M.M., 1976. A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Analytical Biochemistry, 72: 248-254. https://doi.org/10.1016/0003-2697(76)90527-3 - Costa, A., Drago, I., Behera, S., Zottini, M., Pizzo, P., Schroeder, J.I., Pozzan, T. and Lo Schiavo, F., 2010. H2O2 in plant peroxisomes: an in vivo analysis uncovers a Ca(2+)-dependent scavenging system. The Plant Journal: for cell and molecular biology, 62(5): 760-772. https://doi.org/10.1111/j.1365-313X.2010.04190.x - Corpas, F.J., González-Gordo, S. and Palma, J.M., 2024. Ascorbate peroxidase in fruits and modulation of its activity by reactive species. Journal of Experimental Botany, 75(9): 2716-2732. https://doi.org/10.1093/jxb/erae092 - Dhanyalakshmi, K.H. and Nataraja, K.N., 2018. Mulberry (Morus spp.) has the features to treat as a potential perennial model system. Plant Signaling & Behavior, 13(8): 1491267. https://doi.org/10.1080/15592324.2018.1491267 - Elavarthi, S. and Martin, B., 2010. Spectrophotometric assays for antioxidant enzymes in plants. Methods in Molecular Biology, 639: 273-281. https://doi.org/10.1007/978-1-60761-702-0_16 - Erichsen, A., Larsen, D. and Beeren, S.R., 2021. Chaotropic and kosmotropic anions regulate the outcome of enzyme-mediated dynamic combinatorial libraries of cyclodextrins in two different ways. Frontiers in Chemistry, 9: 721942. https://doi.org/10.3389/fchem.2021.721942 - Foyer, C.H. and Kunert, K., 2024. The ascorbate-glutathione cycle coming of age. Journal of Experimental Botany, 75(9): 2682-2699. https://doi.org/10.1093/jxb/erae023 - Gohara, D.W. and Di Cera, E., 2016. Molecular mechanisms of enzyme activation by monovalent cations. The Journal of Biological Chemistry, 291(40): 20840-20848. https://doi.org/10.1074/jbc.R116.737833 - Hadizadeh Shirazi, N., Homayoun Keihan, A. and Sajjadi, S., 2017. Evaluation of oxidative activity of horseradish peroxidase in thepresence of zinc ion; spectroscopic and molecular docking study. New Cellular and Molecular Biotechnology Journal, 7(27): 47-54. https://doi.org/20.1001.1.22285458.1396.7.27.4.6 - Hasanuzzaman, M. and Fujita, M., 2023. Plant responses and tolerance to salt stress: Physiological and molecular interventions. International Journal of Molecular Sciences, 24(21): 15740. https://doi.org/10.3390/ijms242115740 - Hasanuzzaman, M., Bhuyan, M.H.M.B., Zulfiqar, F., Raza, A., Mohsin, S.M., Mahmud, J.A., Fujita, M. and Fotopoulos, V., 2020. Reactive oxygen species and antioxidant defense in plants under abiotic stress: Revisiting the crucial role of a universal defense regulator. Antioxidants (Basel, Switzerland), 9(8): 681. https://doi.org/10.3390/antiox9080681 - Hong, S.H., Tripathi, B.N. and Chung, M.S., 2018. Functional switching of ascorbate peroxidase 2 of rice (OsAPX2) between peroxidase and molecular chaperone. Scientific Reports, 8: 9171. https://doi.org/10.1038/s41598-018-27459-1 - Khaliliaqdam, N. and Talebzade, S.J., 2022. Prediction of rate of leaf appearance, leaf area index and growth stages in corn and sunflower plants. Journal of Crop Production, 15(1): 205-228. https://doi.org/10.22069/ejcp.2022.19114.2426 - Khaliliaqdam, N., Saeidian, S. and Bashirpor, S., 2024. Evaluation of the enzymatic and non-enzymatic antioxidant defense system of artichoke root extract against cadmium. Iranian Journal of Medicinal and Aromatic Plants Research, 40(2): 207-224. doi: 10.22092/ijmapr.2023.362560.3331 Kumar, P., 2022. Measurement of ascorbate peroxidase activity in sorghum. Bio-protocol journal, 12(20): e4531. https://doi.org/10.21769/BioProtoc.4531 - Li, Y., Zhang, J., Zhang, J., Hao, L., Hua, J., Duan, L., Zhang, M. and Li, Z., 2013. Expression of an arabidopsis molybdenum cofactor sulphurase gene in soybean enhances drought tolerance and increases yield under field conditions. Plant Biotechnology Journal, 11: 747-758. https://doi.org/10.1111/pbi.12066 - Merati, M.J., Niknam, V., Hassanpour, H. and Mirmasoumi, M., 2014. Comparative effects of salt stress on growth andantioxidative responses in different organs of pennyroyal (Mentha pulegium L.). Journal of Plant Research, 28(5): 1097-1107. https://doi.org/20.1001.1.23832592.1394.28.5.17.0 - Mohseni, Z., Moradian, F. and Rahdari, P., 2020. The study of activity of antioxidant enzymes, guaiacol peroxidase and ascorbate peroxidase and the amount of Na, K and pigment content in Spinach oleracea L. under NaCl salinity stress. Journal of Plant Research, 32(4): 698-712. https://doi.org/20.1001.1.23832592.1398.32.4.11.0 - Mahmoudi, A., Nazari, K., Mohammadian, N. and Moosavi-Movahedi, A.A., 2003. Effect of Mn2+, Co2+, Ni2+, and Cu2+ on horseradish peroxidase: activation, inhibition, and denaturation studies. Applied Biochemistry and Biotechnology, 104(1): 81-94. https://doi.org/10.1385/abab:104:1:81 - Nakano, Y. and Kozi, A., 1987. Purification of ascorbate peroxidase in spinach chloroplasts; Its inactivation in ascorbate-depleted medium and reactivation by monodehydroascorbate radical. Plant and Cell Physiology, 28: 131-140. https://doi.org/10.1093/oxfordjournals.pcp.a077268 - Poulos, T.L., 2014. Heme enzyme structure and function. Chemical Reviews, 114(7): 3919-3962. https://doi.org/10.1021/cr400415k - Rahmani, A., Seighali, N. and Ebrahimzadeh, H., 2013. A study on peroxidase activity alterations in corms of saffron (Crucus sativus L.) exposed to different H2O2 concentrations and pH measurement during dormancy and waking. New Cellular and Molecular Biotechnology Journal, 3(10): 79-84. http://dorl.net/dor/20.1001.1.22285458.1392.3.10.10.0 - Shareghi, B. and Kazemi Nafchi, M., 2018. Kinetics studies of peroxidase enzyme in the presence of ferric oxide and copper oxide at different temperatures. Experimental Animal Biology, 6(4): 23-33. https://dor.isc.ac/dor/20.1001.1.23222387.1397.6.4.2.4 - Torabi, S., Niknam, V., Ebrahimzadeh, H. and Sharifi, G., 2018. Comparative study of biochemical responses of different saffron (Crocus sativus) accessions to salt stress and alleviative effects of salicylic acid. Journal of Plant Research, 29(4): 728-740. https://dor.isc.ac/dor/20.1001.1.23832592.1395.29.4.4.2 - Xu, J., Duan, X., Yang, J., Beeching, J.R. and Zhang, P., 2013. Enhanced reactive oxygen species scavenging by overproduction of superoxide dismutase and catalase delays postharvest physiological deterioration of cassava storage roots. Plant Physiology, 161(3): 1517-1528. https://doi.org/10.1104/pp.112.212803 - Zandi, P. and Schnug, E., 2022. Reactive oxygen species, antioxidant responses and implications from a microbial modulation perspective. Biology, 11(2): 155. https://doi.org/10.3390/biology11020155 | ||
|
آمار تعداد مشاهده مقاله: 376 تعداد دریافت فایل اصل مقاله: 357 |
||